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动物模型的设计原则
可靠性
的动物模型来应该力求可靠地反映人类疾病，即可特异地、可靠地反映某种疾病或某种机能、代谢、结构变化，应具备该种疾病的主要症状和体征，经化验或 X照片、心电图、病理切片等证实。若易自发地出现某些相应病变的动物，就不应加以选用，易产生与疾病相混淆的疾病者也不宜选用。动物模型的设计原则重复性理想的动物模型应该是可重复的，甚至是可以标准化的。例如铅可用大白鼠做模型，但有缺点，因为它本身容易患动物地方性及进行性，后者容易铅所致的相混淆，不易确定该是铅所致还是它本身的疾病所致。用蒙古沙土鼠就比较容易确定，因为一般只有铅才会使它出现相应的变。
实验动物的分组
(一)分组的原则：进行动物实验时，经常需要将选择好的实验动物按研究的需要分成若干组。如动物被毛较长，先要用剪刀将其剪短，再用刷子蘸温肥皂水将剃毛部位浸透，然后再用剃毛刀除毛。动物分组应按随机分配的原则，使每只动物都有同等机会被分配到各个实验组与对照组中去，以避免各组之间的差别,影响实验结果，特别是进行准确的统计检验,必须在随机分组的基础上进行。
每组动物数量应按实验周期长短、实验类型及统计学要求而定。如果是慢性实验或需要定期处死动物进行检验的实验，就要求选较多的动物，以补足动物自然和认为处死所丧失的数量，确保实验结束时有合乎统计学要求的动物数量存在。
(二)建立对照组：分组时应建立对照组。1.自身对照组：是指实验数据而言。实验动物本身在实验处理前、后两个阶段的各项相关数据就分别是对照组和实验组的实验结果，此法可排除生物间的个体差异。模型动物血qingT、E2和空腹血糖水平明显升高，空腹及服糖后2h血胰岛素水平显著升高。2.平行对照组：有正对照组和负对照组两种。给实验组动物某种处理，而给正对照组用同样方法进行处理，但并不采用实验所要求的或手段，负对照组则不给任何处理。3.具体分组时，应避免人为因素, 随机把所有的动物进行编号，然后令其双数为Ａ组(实验组),单数为B组(对照组)即可或反之。如果要分若干个组时，应该用随机数字表示进行完全随机分组。
实验动物如何选择？这个问题对于药理和实验动物的朋友来说，不是难事。但对于需要做动物实验的其它的朋友来说，有时候会感到茫然。或者没有自己的思考，照抄别人的做法。
对于这一部分站友，我们不可能要求去系统学习《医学实验动物学》，但我们可以常备一本在身边。帮助一些因脊髓损伤而瘫痪的人接受康复治liao并使其行走更加自然。在需要用的时候翻一翻，将会使你豁然开朗。因为书中比较详细地介绍了常用实验动物的解剖生理、生物学习性等等，主要的是它为你选择什么样的实验动物提供了重要的参考。
因此，系统学习或者零星地翻阅《医学实验动物学》是保证合理选用实验动物的基础之一。再者就是要参考大量文献。
实验动物大、小鼠的采血方法
1、动物实验中剪尾采血：需血量少时可用此方法。将动物固定，显露尾部，将尾尘剪去约5mm，从尾根部向尾端部，血即从断端流出。若用二棉球涂擦尾部或事先将鼠尾浸在45℃水中数分钟，使尾部血管充盈，可采到较多的血，但注意二可致溶血。造模后14d，行闪光视觉诱发电位检测，处死大鼠取眼球，观察各组大鼠视wang膜和视神经的病理形态，行视wang膜神经节细胞计数。也可用锋利刀片割破尾动脉或尾静脉，让血液自行流出，采血后，消毒，止血。如将动物取血量可更多些。小鼠每次采血约0.1ml，大鼠约0.4 ml。为了多次反复取血应尽量从鼠尾末端开始。
2、动物实验中摘眼球采血：此法常用于鼠类大量采血。用左手固定动物，压迫眼球，尽量使眼球突出，右手用无钩弯镊子或弯止血钳迅速摘除眼球，立即将鼠倒置，头朝下，眼眶内很快流出血液。动物实验室内的温度、湿度、照度、噪声、洁净度等饲养环境应符合国家相关标准的要求。一般只适用于一次采血。大部动物采血后可以存活，可采另一侧眼球取血。
大鼠后眼框静脉丛取血方法
4、动物实验中颈静脉或颈动脉采血：将鼠，剪去一侧颈部外侧被毛，作颈静脉或颈动脉分离手术，用即可抽出所需血量。也可插入导管，反复采血。
5、断头采血：操作者左手拇指和食指握住鼠颈部，头朝下，用利剪在头颈间1/2处迅速剪动物头部，提起动物，血液即可流入准备好的容器中。
6、心脏采血：将动物，使其仰位固定，剪去胸前区毛，消毒皮肤，在左侧第3—4肋间选择心博强处穿刺，血液借心脏跳动的力量进入。亦可在动物后，切开动物胸腔，直视心脏内抽血或剪破心脏，直接用、吸管等吸血。
